Современные лабораторные методы оценки рисков формирования недостаточности питания, саркопении у пациентов с тяжёлыми травматическими повреждениями

В настоящее время всё чаще обсуждаются вопросы развития саркопении и/или саркопенического ожирения у пациентов с тяжёлыми травмами. Потеря веса преимущественно за счёт снижения мышечной массы часто является коморбидным состоянием пациентов при тяжёлых заболеваниях и травмах, тесно связана с неблагоприятным прогнозом течения заболевания и развитием осложнений, ограничивающих последующую активную реабилитацию. Значительным препятствием в анализе данных о развитии саркопении у пациентов с последствиями травмы является отсутствие консенсуса относительно её определения и диагностических критериев.
На современном этапе оценка состояния компонентного состава тела пациентов ограничивается антропометрическими и лучевыми методами, которые позволяют констатировать лишь факт развития саркопении, вместе с тем изучение прогностических биомаркеров и определение биологических фенотипов травмированных пациентов позволяют фиксировать тонкие изменения в метаболическом профиле организма на ранних сроках формирования патологических процессов. Например, плазменный метаболомный профиль может напрямую отражать метаболические нарушения, связанные с мышечной атрофией, поскольку плазма является основным переносчиком метаболитов.
В обзор включены исследования, посвящённые лабораторной оценке состояния нутритивного статуса, скелетной мускулатуры пациентов, перенёсших тяжёлую травму, а также экспериментальные исследования на животных с определение уровня отдельных аминокислот плазмы крови и их влияния на состояние мышечной массы.
Настоящий научный обзор подтверждает необходимость выявления ранних диагностических критериев, важных для мониторинга состояния компонентного состава тела пациентов с тяжёлой травмой, с целью разработки новых терапевтических стратегий, направленных на коррекцию выявленных нарушений.

1. Puthucheary ZA, Astin R, McPhail MJW, et al. Metabolic phenotype of skeletal muscle in early critical illness. Thorax. 2018;73(10):926–935. doi: 10.1136/thoraxjnl-2017-211073

2. Zhao Q, Shen H, Su KJ, et al. A joint analysis of metabolomic profiles associated with muscle mass and strength in Caucasian women. Aging. 2018;10(10):2624–2635. doi: 10.18632/aging.101574

3. Chang Y, Yoo HJ, Kim SJ, et al. A targeted metabolomics approach for sepsis-induced ARDS and its subphenotypes. Crit Care. 2023;27(1):263. doi: 10.1186/s13054-023-04552-0

4. Puthucheary ZA, Rawal J, McPhail M, et al. Acute skeletal muscle wasting in critical illness. JAMA. 2013;310(15):1591‒1600. doi: 10.1001/jama.2013.278481

5. Gamrin-Gripenberg L, Sundström-Rehal M, Olsson D, et al. An attenuated rate of leg muscle protein depletion and leg free amino acid efflux over time is seen in ICU long-stayers. Crit Care. 2018;22(1):13. doi: 10.1186/s13054-017-1932-6 EDN: HMZWWE

6. Xiao F, Guo F. Impacts of essential amino acids on energy balance. Mol Metab. 2022;57:101393. doi: 10.1016/j.molmet.2021.101393 EDN: QVOUQB

7. Fiehn O. Metabolomics: the link between genotypes and phenotypes. Plant Mol Biol. 2002;48(1-2):155‒171.

8. Lepper C, Partridge TA, Fan CM. An absolute requirement for Pax7-positive satellite cells in acute injury-induced skeletal muscle regeneration. Development. 2011;138(17):3639‒3646. doi: 10.1242/dev.067595

9. Norton R, Kobusingye O. Global health: injuries. N Engl J Med. 2013;368(18):1723‒1730. doi: 10.1056/NEJMra1109343 EDN: RHHQMF

10. Henriksen HH, Marín de Mas I, Nielsen LK, et al. Endothelial cell phenotypes demonstrate different metabolic patterns and predict mortality in trauma patients. Int J Mol Sci. 2023;24(3):2257. doi: 10.3390/ij ms24032257 EDN: AYYUUI

11. Hunt TK, Aslam RS, Beckert S, et al. Aerobically derived lactate stimulates revascularization and tissue repair via redox mechanisms. Antioxid Redox Signal. 2007;9(8):1115‒1124. doi: 10.1089/ars.2007.1674

12. Stückelberger G, Weuster M, Hana A, et al. Metabolomics after trauma in experimental models: a systematic review. Langenbecks Arch Surg. 2026;411(1):61. doi: 10.1007/s00423-025-03917-z EDN: PCEWEP

13. Braidy N, Guillemin GJ, Mansour H, et al. Changes in kynurenine pathway metabolism in the brain, liver and kidney of aged female Wistar rats. FEBS J. 2011;278(22):4425‒4434. doi: 10.1111/j.1742-4658.2011.08366.x

14. Dukes A, Davis C, El Refaey M, et al. The aromatic amino acid tryptophan stimulates skeletal muscle IGF1/p70s6k/ mTor signaling in vivo and the expression of myogenic genes in vitro. Nutrition. 2015;31(7-8):1018‒1024. doi: 10.1016/j.nut.2015.02.011

15. Toyoshima K, Nakamura M, Adachi Y, et al. Increased plasma proline concentrations are associated with sarcopenia in the elderly. PLoS One. 2017;12(9):e0185206. doi: 10.1371/journal.pone.0185206

16. Pedroso JA, Zampieri TT, Donato J. Reviewing the effects of L-leucine supplementation in the regulation of food intake, energy balance, and glucose homeostasis. Nutrients. 2015;7(5):3914‒3937. doi: 10.3390/nu7053914

17. Zhang P, Liang X, Shan T, et al. mTOR is necessary for proper satellite cell activity and skeletal muscle regeneration. Biochem Biophys Res Commun. 2015;463(1-2):102‒108. doi: 10.1016/j.bbrc.2015.05.032

18. Kim HK, Suzuki T, Saito K, et al. Effects of exercise and amino acid supplementation on body composition and physical function in community-dwelling elderly Japanese sarcopenic women: a randomized controlled trial. J Am Geriatr Soc. 2012;60(1):16‒23. doi: 10.1111/j.1532-5415.2011.03776.x EDN: YCHUUL

19. Jin CL, Ye JL, Yang J, et al. mTORC1 mediates lysine-induced satellite cell activation to promote skeletal muscle growth. Cells. 2019;8(12):1549. doi: 10.3390/cells8121549

20. Bologna C, Pone E. Clinical study on the efficacy and safety of arginine administered orally in association with other active ingredients for the prevention and treatment of sarcopenia in patients with COVID-19-related pneumonia, hospitalized in a sub-intensive care unit. Healthcare (Basel). 2022;10(1):162. doi: 10.3390/healthcare10010162 EDN: USDOYB

21. Liu G, Kim WK. The functional roles of methionine and arginine in intestinal and bone health of poultry: review. Animals (Basel). 2023;13(18):2949. doi: 10.3390/ani13182949 EDN: OYIZPY

22. Ferreira AG, Scherer EB, da Cunha AA, et al. Hyperprolinemia induces DNA, protein and lipid damage in blood of rats: antioxidant protection. Int J Biochem Cell Biol. 2014;54:20‒25. doi: 10.1016/j.biocel.2014.05.027

23. Delwing D, Delwing D, Sanna RJ, et al. Proline promotes decrease in glutamate uptake in slices of cerebral cortex and hippocampus of rats. Life Sci. 2007;81(25-26):1645–1650. doi: 10.1016/j.lfs.2007.09.031

24. Suidasari S, Stautemas J, Uragami S, et al. Carnosine content in skeletal muscle is dependent on vitamin B6 status in rats. Front Nutr. 2016;2:39. doi: 10.3389/fnut.2015.00039 EDN: CMHHGA

25. Kumar A, Kumar Y, Sevak JK, et al. Metabolomic analysis of primary human skeletal muscle cells during myogenic progression. Sci Rep. 2020;10(1):11824. doi: 10.1038/s41598-020-68796-4 EDN: CUDPPA

26. Pelosi M, De Rossi M, Barberi L, Musarò A. IL-6 impairs myogenic differentiation by downmodulation of p90RSK/eEF2 and mTOR/p70S6K axes, without affecting AKT activity. Biomed Res Int. 2014;2014:206026. doi: 10.1155/2014/206026